Aktualne problemy współczesnych badań pedagogicznych. Aktualne problemy badań pedagogicznych

W zależności od rodzaju katalizowanych reakcji wszystkie znane enzymy dzielą się na sześć klas:

1. Oksydoreduktazy katalizujące reakcje redoks.

2. Hydrolazy katalizujące reakcje hydrolitycznego rozerwania wiązań wewnątrzcząsteczkowych w różnych związkach.

3. Transferazy katalizujące reakcje międzycząsteczkowego lub wewnątrzcząsteczkowego transferu grupy chemicznej i reszt z jednoczesnym przeniesieniem energii zawartej w wiązaniach chemicznych.

4. Ligazy (syntetazy), katalizujące reakcję łączenia dwóch cząsteczek, sprzężoną z rozszczepieniem wiązań pirofosforanowych ATP lub innego analogicznego trifosforanu.

5. Liazy katalizujące reakcje niehydrolitycznej eliminacji lub addycji różnych grup chemicznych związków organicznych do wiązań podwójnych.

6, Izomerazy, które katalizują konwersję związków organicznych w ich izomery.

W glebie oksydoreduktazy i hydrolazy, które są bardzo ważne w biodynamice gleby, są szeroko rozpowszechnione i zostały wystarczająco szczegółowo zbadane.

Katalaza

(H 2 O 2: H 2 O 2 -oksydoreduktaza)

Katalaza katalizuje reakcję rozkładu nadtlenku wodoru z wytworzeniem wody i tlenu cząsteczkowego:

H2O2 + H2O2O2 + H2O.

Nadtlenek wodoru powstaje podczas oddychania organizmów żywych oraz w wyniku różnych reakcji biochemicznych utleniania substancji organicznych. Toksyczność nadtlenku wodoru zależy od jego wysokiej reaktywności, która objawia się tlenem singletowym, * O 2. Jego wysoka reaktywność prowadzi do niekontrolowanych reakcji utleniania. Rola katalazy polega na tym, że niszczy nadtlenek wodoru, który jest toksyczny dla organizmów.

Katalaza jest szeroko rozpowszechniona w komórkach organizmów żywych, w tym mikroorganizmów i roślin. Gleby wykazują również wysoką aktywność katalazy.

Metody określania aktywności katalazy gleby opierają się na pomiarze szybkości rozkładu nadtlenku wodoru, gdy oddziałuje on z glebą, objętością uwolnionego tlenu (metody gazometryczne) lub ilością nierozłożonego nadtlenku, którą określa się za pomocą miareczkowania nadmanganatometrycznego lub metodą kolorymetryczną z tworzeniem barwnych kompleksów.

Badania E.V. Dadenko i K.Sz. Kazeev stwierdził, że podczas przechowywania próbek aktywność katalazy wszystkich enzymów spada w największym stopniu, dlatego jej oznaczenie należy przeprowadzić w pierwszym tygodniu po pobraniu.

Popiół. Galstyan

Postęp analizy. Do określenia aktywności katalazy wykorzystuje się urządzenie składające się z dwóch biuret połączonych gumowym wężem, który napełnia się wodą i równoważy jej poziom. Utrzymanie określonego poziomu wody w biuretach wskazuje na osiągnięcie równowagi temperaturowej w urządzeniu. Odważoną porcję (1 g) gleby wprowadza się do jednej z komór podwójnej kolby. Do innego przedziału kolby wlewa się 5 ml 3% roztworu nadtlenku wodoru. Kolba jest szczelnie zamknięta gumowym korkiem ze szklaną rurką, która jest połączona z biuretą pomiarową za pomocą gumowego węża.

Eksperyment przeprowadza się w temperaturze 20 ° C, ponieważ w innej temperaturze szybkość reakcji będzie się różnić, co zniekształci wyniki. W zasadzie ważna jest nie temperatura powietrza, ale nadtlenku, powinna ona wynosić 20 0 C. Jeżeli temperatura powietrza jest znacznie wyższa niż 20 0 C (latem), zaleca się przeprowadzenie analiza w piwnicy lub w innym chłodnym pomieszczeniu. Zalecana w takich przypadkach kąpiel wodna o temperaturze 20°C jest mało skuteczna.

Początek eksperymentu zaznacza się stoperem lub klepsydrą w momencie zmieszania nadtlenku z glebą i wstrząśnięcia zawartością naczynia. Wstrząsanie miksturą odbywa się przez cały eksperyment, starając się nie dotykać kolby rękami, trzymając ją za korek. Wydzielony tlen wypiera wodę z biurety, której poziom odnotowuje się po 1 i 2 minutach. Zalecenie oznaczania ilości tlenu co minutę przez 3 minuty ze względu na prostotę reakcji rozkładu nadtlenku tylko wydłuża czas analizy.

Technika ta pozwala jednemu badaczowi analizować aktywność katalazy ponad 100 próbek dziennie. Wygodnie jest przeprowadzić analizę razem przy użyciu 5-6 naczyń. W tym przypadku jedna osoba jest bezpośrednio zaangażowana w analizę i monitoruje poziom biurety, a druga monitoruje czas, rejestruje dane i myje naczynia.

Gleba jest sterylizowana suchym ciepłem (180°C) jako kontrola. Niektóre gleby, związki i minerały wykazują wysoką aktywność nieorganicznego katalitycznego rozkładu nadtlenku nawet po sterylizacji - do 30-50% całkowitej aktywności.

Aktywność katalazy wyraża się w mililitrach O 2 uwalnianego w ciągu 1 minuty z 1 g gleby.

Odczynniki: 3% roztwór H 2 O 2. Stężenie perhydrolu należy sprawdzać okresowo, roztwór roboczy przygotowuje się bezpośrednio przed analizą. Aby ustalić stężenie perhydrolu na wadze analitycznej, odważa się 1 g H 2 O 2 w 100 ml kolbie miarowej, objętość doprowadza się do kreski i wytrząsa. Umieścić 20 ml otrzymanego roztworu w 250 ml kolbach stożkowych (3 powtórzenia), dodać 50 ml wody destylowanej i 2 ml 20% H 2 SO 4. Następnie miareczkowano 0,1 N. roztwór KMnO 4. 1 ml roztworu KMnO 4 odpowiada 0,0017008 g H 2 O 2. Po ustaleniu stężenia perhydrolu przygotowuje się 3% roztwór przez rozcieńczenie wodą destylowaną. Roztwór do miareczkowania KMnO4 jest przygotowywany z ustalonego kanału i inkubowany przez kilka dni w celu ustalenia miana.

Dehydrogenaza

(substrat: NAD(P)-oksydoreduktaza).

Dehydrogenazy katalizują reakcje redoks poprzez odwodornienie materii organicznej. Działają w następujący sposób:

AH 2 + B A + BH 2

W glebie podłożem do odwodornienia mogą być niespecyficzne związki organiczne (węglowodany, aminokwasy, alkohole, tłuszcze, fenole itp.) oraz specyficzne (substancje humusowe). Dehydrogenazy w reakcjach redoks pełnią funkcję nośników wodoru i dzielą się na dwie grupy: 1) tlenowe, przenoszące zmobilizowany wodór do tlenu w powietrzu; 2) beztlenowe, które przenoszą wodór na inne akceptory, enzymy.

Główną metodą wykrywania działania dehydrogenaz jest redukcja wskaźników o niskim potencjale redoks, takich jak błękit metylenowy.

W celu określenia aktywności dehydrogenaz glebowych jako wodór stosuje się bezbarwne sole tetrazoliowe (2,3,5-trifenylotetrazoliowe – TTX), które są redukowane do czerwonych związków formazanu (trifenyloformazan – TPP).

Postęp analizy. Porcję (1 g) przygotowanej gleby ostrożnie umieszcza się przez lejek na dnie probówki o pojemności 12-20 ml i dokładnie miesza. Dodać 1 ml 0,1 M roztworu substratu odwodornienia (glukozy) i 1 ml świeżo przygotowanego 1% roztworu TTX. Probówki umieszcza się w anaerostacie lub eksykatorze próżniowym. Oznaczanie odbywa się w warunkach beztlenowych, w których powietrze jest odprowadzane pod próżnią 10-12 mm Hg. Sztuka. w ciągu 2-3 minut i umieścić w termostacie na 24 godziny w temperaturze 30 ° C. Podczas inkubacji gleby z substratami toluen nie jest dodawany jako środek antyseptyczny, ponieważ; silnie hamuje działanie dehydrogenaz. Kontrolą jest gleba sterylizowana (w temperaturze 180°C przez 3h) oraz podłoża bez ziemi. Po inkubacji dodać do kolb 10 ml alkoholu etylowego lub acetonu, wstrząsać przez 5 minut. Otrzymany barwny roztwór TPP jest filtrowany i kolorymetryczny. O bardzo intensywnym kolorze roztwór rozcieńcza się alkoholem (acetonem) 2-3 razy. Stosować kuwety 10 mm i filtr świetlny o długości fali 500-600 ich. Ilość formazanu w mg oblicza się z krzywej standardowej (0,1 mg w 1 ml). Aktywność dehydrogenaz wyraża się w mg TTF na 10 g gleby przez 24 h. Błąd oznaczenia wynosi do 8%.

Odczynniki:

1) 1% roztwór chlorku 2,3,5-trifenylotetrazoliowego;

2) 0,1 M roztwór glukozy (18 g glukozy rozpuszcza się w 1000 ml wody destylowanej);

3) alkohol etylowy lub aceton;

4) trifenyloformazan dla skali standardowej. Aby sporządzić krzywą kalibracyjną, przygotować serię roztworów w alkoholu etylowym, acetonie lub toluenie o stężeniu formazanu (od 0,01 do 0,1 mg formazanu w 1 ml) i fotokolorymetracie, jak opisano powyżej.

W przypadku braku formazanu otrzymuje się go przez redukcję TTX za pomocą podsiarczynu sodu (siarczyn amonu, proszek cynkowy w obecności glukozy). Początkowe stężenie roztworu TTX wynosi 1 mg/ml. Krystaliczny podsiarczyn sodu dodaje się do 2 ml roztworu podstawowego TTX na końcu lancetu. Utworzony osad formazanu rozpuszczono w 10 ml toluenu. Ta objętość toluenu zawiera 2 mg formazanu (0,2 mg / ml). Roztwory robocze dla wagi przygotowuje się przez dalsze rozcieńczenie.

Inwertaza

(β-fruktofuranozydaza, sacharaza)

Inwertaza jest karbohydrazą, działa na wiązanie β-fruktofuranozydazy w sacharozie, rafinozie, gentyanozie itp. Enzym ten najaktywniej hydrolizuje sacharozę, tworząc cukry redukujące - glukozę i fruktozę:

inwertaza

С 12 Н 22 О 11 + Н 2 О С 6 Н 12 О 6 + С 6 Н 12 О 6

sacharoza glukoza fruktoza

Inwertaza jest szeroko rozpowszechniona w przyrodzie i występuje w prawie wszystkich rodzajach gleby. Bardzo wysoką aktywność inwertazy stwierdzono w glebach łąk górskich. Aktywność inwertazy wyraźnie koreluje z zawartością próchnicy i żyznością gleby. Polecany przy badaniu działania nawozów w celu oceny ich skuteczności. Metody oznaczania aktywności inwertazy glebowej opierają się na ilościowym ujęciu cukrów redukujących według Bertranda oraz na zmianie właściwości optycznych roztworu sacharozy przed i po działaniu enzymu. Pierwszą metodę można zastosować przy badaniu enzymu o bardzo szerokiej amplitudzie aktywności i stężeniu substratu. Metody polarymetryczne i fotokolorymetryczne są bardziej wymagające pod względem stężenia cukrów i są niedopuszczalne dla gleb o wysokim materia organiczna gdzie otrzymuje się kolorowe roztwory; dlatego metody te mają ograniczone zastosowanie w badaniach gleb.

Celem pracy jest określenie aktywności biologicznej gleb w różnych odległościach od drogi za pomocą czterech układów enzymatycznych: dehydrogenaz, katalazy, inwertazy i ureazy.

Podstawowe koncepcje

Glebowo-enzymologiczne metody pozwalają na oznaczenie nie ilościowej zawartości enzymów w glebie, ale aktywności enzymów znajdujących się głównie w stanie zaadsorbowanym (unieruchomionym) na powierzchni koloidów glebowych i częściowo w roztworze glebowym.

Zasada metody oznaczania aktywności enzymów glebowych opiera się na uwzględnieniu ilości przetworzonego w trakcie reakcji substratu lub powstałego produktu reakcji w optymalnych warunkach temperatury, pH pożywki i stężenia substratów.

Enzymy należące do klasy oksydoreduktaz katalizują reakcje redoks, które odgrywają wiodącą rolę w procesach biochemicznych zachodzących w komórkach organizmów żywych, a także w glebie. Najbardziej rozpowszechnione w glebach są takie oksydoreduktazy jak katalaza i dehydrogenazy, których aktywność jest ważnym wskaźnikiem genezy gleby.

Katalaza rozkłada trujący dla komórki nadtlenek wodoru na wodę i tlen cząsteczkowy, który powstaje podczas oddychania organizmów żywych w wyniku różnych biochemicznych reakcji utleniania substancji organicznych.

Aktywność katalazy określa się metodą gazometryczną na podstawie ilości uwolnionego tlenu, polegającą na pomiarze szybkości rozkładu nadtlenku wodoru podczas jego oddziaływania z glebą.

Dehydrogenazy to enzymy, które biorą udział w procesie oddychania, oddzielając wodór od utlenialnych substratów. Niektóre dehydrogenazy przenoszą wodór bezpośrednio na tlen cząsteczkowy, inne na pewne akceptory, np. chinony, błękit metylenowy.

W celu określenia aktywności dehydrogenazy jako akceptor wodoru stosuje się bezbarwne sole tetrazoliowe (2,3,5-trifenylotetrazoliowe (TTX)) redukowane do czerwonych związków formazanu (trifenyloformazan (TPP)).

Hydrolazy przeprowadzają reakcje hydrolizy różnych złożonych związków organicznych, działających na różne wiązania: estrowe, amidowe glukozydowe, peptydowe itp. Do tej klasy należą enzymy inwertaza, ureaza itp., których aktywność jest ważnym wskaźnikiem aktywności biologicznej gleb i jest szeroko stosowany do oceny wpływu antropogenicznego ...

Inwertaza działa na wiązanie p-fruktofuranozydowe w sacharozie, rafinozie, stachioe i dzieli sacharozę na równomolowe ilości glukozy i fruktozy.

Fotokolorymetryczne oznaczenie aktywności inwertazy opiera się na uwzględnieniu cukrów redukujących powstających podczas rozkładu sacharozy.

Rozkład organicznych związków azotowych odbywa się przy bezpośrednim udziale enzymów zewnątrzkomórkowych. Powstający podczas działania ureazy amoniak stanowi źródło pożywienia roślin.

Ureaza katalizuje hydrolizę mocznika. Produktami końcowymi hydrolizy są amoniak i dwutlenek węgla. Mocznik dostaje się do gleby w składzie resztek roślinnych, obornika i jako nawóz azotowy; powstaje również w samej glebie jako produkt pośredni w procesie przekształcania organicznych związków azotowych – białek i kwasów nukleinowych.

Oznaczanie aktywności katalazy

Sprzęt i odczynniki:

System dozowania gazu (rys. 8); 10% roztwór H2O2; CaCO mi.

Figa. 8 - Instalacja do gazometrycznego oznaczania aktywności katalazy w próbkach gleby:

1 - kolba, 2 - biureta, 3 - adapter, 4 - gruszka z wodą

Porządek pracy

1. Odważoną porcję przesianej gleby, 1 g, dodać do kolby o pojemności 100 cm 3, dodać 0,5 g CaCO 3.

2. Ostrożnie umieść małą szklankę z 1,7 cm3 10% roztworu nadtlenku wodoru na dnie za pomocą pęsety.

3. Zwilż próbkę gleby 4 cm 3 wody destylowanej.

4. Zamknąć szczelnie kolbę gumowym korkiem z rurką połączoną z biuretą grubościenną gumą przez trójnik wyposażony w zacisk. Biureta komunikuje się z gruszką. Biureta i gruszka są wypełnione wodą. Poziom wody w nich jest wyrównany, a gruszka jest umocowana na określonej wysokości.

5. Zaznaczyć stoperem początek doświadczenia w momencie przewrócenia fiolki z nadtlenkiem wodoru, a następnie wstrząsnąć zawartością kolby. Wstrząsanie miksturą powinno być kontynuowane przez cały czas trwania doświadczenia, nie dotykając bezpośrednio dna kolby rękami. Wydzielony tlen wypiera wodę z biurety, której poziom jest zaznaczony.

6. Ilość uwolnionego tlenu cząsteczkowego jest uwzględniana w ciągu 1 minuty w temperaturze 18-20 0 С.

7. Aktywność katalazy wyraża się w objętości (cm3) tlenu uwalnianego na 1 g gleby na minutę. Błąd określenia wynosi do 5%.

8. Powtórz tę samą procedurę dla wszystkich próbek gleby.

9. Zgodnie z tabelą 15 do oceny stopnia wysycenia badanych gleb katalazą .

Stół 15 ‑ Skala do oceny stopnia wzbogacenia gleby enzymami

Stopień wzbogacenia gleb	Katalaza, О 2 cm 3 / g przez 1 min	Dehydrogenaza, mg TFP na 10 g na 24 godziny	Inwertaza, mg glukozy na 1 g w ciągu 24 godzin	Ureaza, mg NH4, na 10 g w ciągu 24 godzin	Fosfataza, mg P 2 O 3 na 10 g przez 1 godzinę
Bardzo ubogi	< 1	<1	<5	<3	<0,5
Ubogi	1-3	1-3	5-15	3-10	0,5-1,5
Średni	3-10	3-10	15-50	10-30	1,5-5,0
Bogaty	10-30	10-30	50-150	30-100	5-15
Bardzo bogaty	>30	>30	> 150	> 100	> 15

Oznaczanie aktywności dehydrogenazy

Urządzenia, naczynia, odczynniki:

fotokolorymetr; papier milimetrowy; 0,1M roztwór glukozy; 1% roztwór chlorku 2,3,5-trifenylotetrazoliowego (TTX); CaCO3; etanol; trifenyloformazan (TPP).

Porządek pracy

1. Odważniki powietrznie suchej gleby po 1 g z każdej próbki umieścić w probówkach, dodać 10 mg (na czubku szpatułki) CaCO 3, 1 cm 3 0,1 M roztworu glukozy i 1 cm 3 1% TTX rozwiązanie ; Dokładnie wymieszaj zawartość każdej probówki.

2. Umieścić probówki w anaerostacie i usunąć powietrze za pomocą pompki pod próżnią 10-12 mm Hg. Sztuka. w ciągu 2-3 minut. Następnie inkubować w 30°C przez 24 godziny.

3. Po upływie czasu inkubacji zawartość probówek ekstrahować 3-4 dawkami po 25 cm3 alkoholu etylowego. Aby to zrobić, dodaj niewielką ilość alkoholu do probówki i potrząsaj przez 5 minut, aż pojawi się czerwony kolor. Pozostawić do osadzenia się i przefiltrować ciecz powierzchniową przez filtr papierowy. Dodaj kolejną porcję alkoholu do probówki.

4. Otrzymany barwny roztwór formazanu jest kolorymetryczny na FEC z filtrem światła niebieskiego (500-600 nm).

5. Oblicz ilość formazanu w miligramach, korzystając z krzywej standardowej. Aby to zrobić, przygotuj standardowy roztwór formazanu w alkoholu etylowym o stężeniu 0,1 mg na 1 cm3. Przygotuj roztwory robocze do wykreślenia krzywej poprzez rozcieńczenie roztworu wzorcowego (około 5 punktów). Zbuduj krzywą wzorcową na papierze milimetrowym w układzie: gęstość optyczna przy długości fali 500-600 nm - stężenie formazanu w alkoholu.

6. Oblicz aktywność dehydrogenazy. Według tabeli. 15 do oceny stopnia wysycenia badanych gleb dehydrogenazą.

Przetwarzanie danych

Aktywność dehydrogenazy (X) wyraża się w miligramach TFP na 10 g gleby na dzień według wzoru:

gdzie V jest całkowitą objętością filtratu, 25 cm3;

10 - współczynnik przeliczeniowy masy gleby, g;

v jest iloczynem objętości substratu i odczynnika, 1 cm3;

A - ilość TFP uzyskana z krzywej kalibracyjnej, mg/cm3. Błąd definicji wynosi do 8%.

Oznaczanie aktywności inwertazy

Urządzenia, naczynia, odczynniki:

fotokolorymetr; 5% roztwór sacharozy; bufor octanowy (pH 4,7); toluen; Roztwór Fellinga: a - 40 g CuSO 4 × 5 H 2 O rozpuszcza się w wodzie i doprowadza do 1 dm 3, przesącza przez filtr papierowy, b - 200 g soli Rochelle (C 4 H 4 O 6 KNa × 4H 2 O ) rozpuszczamy w wodzie destylowanej, dodajemy 150 g KOH i doprowadzamy do 1 dm 3

Porządek pracy

1. Umieścić 5 g każdej próbki gleby w kolbach o pojemności 50 cm3, dodać 10 cm3 5% roztworu sacharozy, 10 ml buforu octanowego (pH 4,7) i 5-6 kropli toluenu.

2. Zamknąć kolby korkami, wstrząsnąć, umieścić w termostacie w temperaturze 30 0 С na 24 godziny i okresowo wstrząsać.

3. Po inkubacji przefiltrować zawartość kolb do kolb miarowych o pojemności 25 cm3. Doprowadź do celu.

4. Z przesączu pobrać do dużych probówek 6 cm3, dodać 3 cm3 roztworu soli Rochelle i 3 cm3 roztworu siarczanu miedzi, dobrze wymieszać i gotować w łaźni wodnej przez 10 minut. Otrzymuje się czerwony osad.

5. Ochłodź probówki roztworem w wodzie, przefiltruj zawartość do dużych probówek. Kolorymetrować przezroczysty filtrat na FEC stosując filtr świetlny o długości fali 630 nm, o szerokości kuwety 1 cm.

6. Aby uzyskać krzywą kalibracyjną, przygotuj roztwór wzorcowy: 6 mg glukozy na 1 cm3. Przygotuj serię roztworów przez rozcieńczenie. Fotokolorymetria i zbuduj krzywą: gęstość optyczna - stężenie glukozy w 1 cm3.

7. Oblicz aktywność i tabelę. 15 do oceny stopnia nasycenia badanych gleb inwertazą.

Przetwarzanie danych

Aktywność inwertazy (X) wyraża się w miligramach glukozy na 1 g gleby przez 24 godziny według wzoru:

gdzie A to ilość glukozy uzyskana z krzywej kalibracyjnej z gęstości optycznej, mg / cm 3;

m - próbka gleby, 5 g;

V jest całkowitą objętością filtratu, 25 cm3;

v jest objętością filtratu pobranego do analizy, 6 cm3.

Błąd określenia wynosi do 5%.

Oznaczanie aktywności ureazy gleb

Urządzenia, naczynia, odczynniki:

fotokolorymetr; 2% roztwór mocznika w buforze fosforanowym (pH = 6,7); 50% roztwór soli Rochelle; 50% roztwór CCl3COOH (kwas trichlorooctowy); 1% roztwór KC1; odczynnik Nesslera; roztwór mianowany NH4C1.

Porządek pracy

1. W kolbach o pojemności 100 cm3 umieścić 5 g powietrznie suchej gleby, dodać 20 cm3 2% roztworu mocznika w buforze fosforanowym (pH 6,7) i 200 µl toluenu.

2. Szczelnie zamknij kolby i umieść je w termostacie w 37 ° C na 4 godziny.

3. Po ekspozycji dodać 1 cm3 50% roztworu kwasu trichlorooctowego.

4. Aby wyprzeć wchłonięty amoniak z gleby, dodaj 50 cm3 1 N. roztwór chlorku potasu.

5. Przefiltruj zawartość kolb.

6. Umieścić 2 cm3 filtratu w kolbach miarowych o objętości 50 cm3, rozcieńczyć wodą do 30 cm3, następnie dodać 2 cm3 50% roztworu soli Rochelle i 2 cm3 odczynnika Nesslera. Uzupełnij kolby wodą do kreski, wymieszaj i kolorymetruj zabarwiony roztwór przy 400 nm.

8. Oblicz aktywność ureazy.

9. Zgodnie z tabelą 15 do oceny stopnia nasycenia badanych gleb ureazą.

Przetwarzanie danych

Aktywność ureazy (X) wyraża się w miligramach N-NH 4 na 1 g gleby przez 4 godziny według wzoru:

V jest całkowitą objętością filtratu, 50 cm3;

m - próbka gleby, 5 g.

Pytania do samodzielnej nauki:

1. Co to jest aktywność katalazy?

2. Podaj definicję aktywności inwertazy.

3. Opisz aktywność ureazy.

4. Co to jest mieszanka buforowa?

5. Zasada i istota metody oznaczania aktywności enzymów glebowych.

6. Metodyka pobierania próbek gleby.

ZAŁĄCZNIKI

Tabela 1 - Przybliżona lista organizmów - wskaźniki saprobity

Organizmy	Saprobita
Bakterie nitkowate:
Sphaerotilus natans	R
Beggiatoa sp.	R
Thiothrix sp. z o.o.	R
Grzyby:
Leptomitus lacteus	α
Mucor racemosus	α
Fusarium aquaeductum	R
Wodorost:
niebieski zielony:
Anabaena flos aquae	β
Microcystis aeruginosa	β
Aphanizomenon flos aquae	β
Oscillatorla tenuis	α
Okrzemki	-
Cymbella cesati	o
Oomphonema cevli	o
Granulat Melostry	β
Navicula angustata	α
Navicula apiculata	α
Synedra acus	β
Synedra ulna	β
Nitzschia palea	α
euglena:
Euglena acus	β
Euglena viridis	R
Euglena deses	α
zielony i protokokowy:
Globator Volvox	o-β
Ankistrodesmus falcatus	β-α
Crucigenta prostokątny	a-β
Scenedesmus quadricauda	β
Sp.	o
Strefa Ulothrixa	o
Okres Stlgeoclonium	α
Zwierząt:
ameba:
Pelornyxa palustris	R

Organizmy	Saprobita
orzęski:
Colpidium, kampylum	p
Colpldlum colpoda	p
Euplotes charon	β
Chllodon cucullulus	p
Opercularia coaretata	α
Paramecium caudatum	α
Spirostomum Amblguum	α
Stentor siny	α
Vortlcella convallarla	α
Mikrostomia Vorticella	p
Podophrya fixa	α
wrotki:
Kellcottia longispina (syn. Notholca Iongispina)	o
Ślimak Keratella	β
Kwadratowa keratella	β
Księżyce Leucane (syn. Księżycowe Monostyla)	β
Rotaria rotatoria (syn. Rotifer vulgaris)	α
skąposzczety:
Limnodrilus hofmelsterl	p
Wanna, jeśli ex tublfex	p
Stylarla lacustris	β
skorupiaki:
Daplmla magna	α
Daphnla pulex	α
Leptodora kindtli	o
Eudiaptomus gracilis	o
Astacus fluviatilis	o
owady:
Caenls macrura	o
Heptagenia coerulana	β
Chironomus Plumosus	R
ryba:
leszcz:	β
brzana	β
pstrąg	o
lin	β-α

Tabela 2 – Skala częstotliwości do ponownego obliczania organizmów w 100 polach na częstotliwość

Wartość częstotliwości	Mikrobentos	Zanieczyszczenia
Liczenie danych	Sumuj w 100 polach
1. kategoria szorstkości
	Nie więcej niż 1 w każdym drugim polu widzenia Nie więcej niż 2 w polu widzenia Nie więcej niż 10 w polu widzenia Nie więcej niż 30 w polu widzenia Nie więcej niż 60 w polu widzenia Więcej niż 60 cali pole widzenia	Nie więcej niż 1 w każdym drugim polu widzenia Nie więcej niż 2 w polu widzenia Nie więcej niż 10 w polu widzenia Nie więcej niż 50 w polu widzenia Nie więcej niż 250 w polu widzenia Więcej niż 250 w pole widzenia	1-50 50-200 200-1000 1000-5000 5000-25000 Ponad 25000
II kategoria szorstkości
	Nie więcej niż 1 w każdym 20. polu widzenia Nie więcej niż 1 w każdym piątym polu widzenia Nie więcej niż 1 w polu widzenia Nie więcej niż 3 w polu widzenia Nie więcej niż 6 w polu widzenia Więcej niż 6 w polu widzenia	Nie więcej niż 2 na 20 pól widzenia Nie więcej niż 1 na 5 pól widzenia Nie więcej niż 1 w polu widzenia Nie więcej niż 5 w polu widzenia Nie więcej niż 25 w polu widzenia Więcej niż 25 w polu widzenia pole widzenia	1-5 6-20 21-100 100-500 500-2500 Ponad 2500
3. kategoria szorstkości
	1 na 100 pól widzenia 1 na 50 pól widzenia Nie więcej niż 1 na 10 pól widzenia Nie więcej niż 1 na 4 pola widzenia Nie więcej niż 1 na 2 pola widzenia Około 1 w polu widzenia	1 na 100 pól widzenia 1 na 50 pól widzenia Nie więcej niż 1 na 10 w polach widzenia 1 na 2 pola widzenia Nie więcej niż 2 w polu widzenia Więcej niż 2 w polu widzenia	3-10 10-50 50-200 Ponad 200

podanie

Tabela 13. Przeliczenie wyników ilościowego rozliczania wartości częstotliwości

podanie

Przykład obliczania saprobity

Próbka: rzeka pod miastem. Data ________________ Społeczność: Zanieczyszczenia.

Organizmy	s	h	sft
Euglena viridis	p
Scenedesmus acuminatus	β
Spirogyra sygmoidea	β
Closterium acerosum	α
Closterium moniliierum	β
Cyclotella menengiana	α
Cymbella pęcherzykowata	β
Okrzemka pospolita	β
Melosira italica	β
Warianty Melosiry	β
Navicula kryptocefala	α
Navicula viridua	α
Nitzschia acicularis	β
Nitzschia palea	α
Surirella owata	β
Chilidonella cuculata	α
Colpoda cuculus	α
		Sh = 41	S (sh) = 103

Sh p = 3; Shα = 15; Shβ = 23.

S = S (sh) / (Sh) -103 / 41 = 2,51 /

Obliczanie błędu:

Przedział dokładności dla wiarygodności statystycznej wynosi 95%.

S = s ± t 0,05 s S = 2,51 ± 2,02 × 0,1;

Podobne informacje.